هست (1987 Miller & Shultz,) که يک مکانيسم محافظتي مهم در راديکالهاي آزاد اکسيژن ميباشد. ولي هنگامي که اسپرم براي برنامه IVF مورد استفاده قرار ميگيرد و يا در هنگام تلقيح مصنوعي حيوانات در طول پروسه، اسپرم در معرض اکسيژن و نور در سيستم هوازي قرار ميگيرد ميتواند سبب توليد راديکالهاي آزاد اکسيژن و آسيب به تحرک و محتويات ژنتيکي اسپرم گردد (Aitken et al., 1994b). آسيب DNA در کروموزوم Y نيز ميتواند به حذف ژني در کروموزوم Y اولاد و نهايتاً ناباروري منجر گردد (Aitken and Krausz, 2001). افزايش ميزان ROS با کاهش تحرک اسپرم در ارتباط است (Armstrong et al., 1999). اگرچه مکانيسم دقيقي که به واسطه آن ROS موجب کاهش تحرک اسپرم ميگردد به درستي مشخص نيست ولي فرضيه هاي متعددي در اين باره ارائه شده است. يکي از اين فرضيه ها براين اصل استوار است که پراکسيد هيدروژن ميتواند از غشاء سلولي عبور کرده و در داخل سلول موجب مهار فعاليت برخي از آنزيمهاي حياتي نظير گلوکز-6-فسفات دهيدروژناز(G6PD) گردد. اين آنزيم در تنظيم ميزان گلوکز از طريق مسير هگزوز منو فسفات و در نتيجه کنترل ميزان دسترسي داخل سلولي بهNADPH نقش دارد (Aitken et al., 1997). فرضيهاي ديگر نيز مجموعهاي از رويدادهاي به هم پيوسته که به کاهش فسفريلاسيون پروتئين آکسونمي، عدم تحرک اسپرم و در نهايت کاهش سياليت غشاي اسپرم (که جهت لقاح ضروري است) مي انجامد را در اين ارتباط دخيل ميداند (de Lamirande and Gagnon, 1992)Seethalakshmi . وMenon و همکارانش طي تحقيقاتي بر روي دستگاه توليدمثلي رت نر با دوزهاي متفاوت سيکلوسپورين گزارش نمودند که با تأثيرسيکلوسپورين بافت بيضه رتها، تغييرات دژنراتيو را نشان داد و تعداد اسپرم و تحرک آنها کاهش يافت و متعاقب آن در دوزهاي بالاي اين دارو ناباروري ديده شد (Seethalakshmi L et al.,1987). Seethalakshmi L وFlores و همکارانشان طي تحقيقاتي که برروي بيضه رت انجام دادند، باروري و کارکرد بيضه را تحت تأثير دوزهاي بسيار پايين سيکلوسپورين بررسي کردند، اذعان داشتند که سيکلوسپورين باعث کاهش تعداد اسپرم و همچنين کاهش 50% تحرک آنها و حدود 60% ناباروري را ميشود (Seethalakshmi L et al., 1990a). نتايج ما هم مطابق نتايج قبلي بود. در شرايط کشت آزمايشگاهي غلظت اکسيژن در مقايسه با شرايط داخل بدن به مراتب بيشتر بوده و اين امر سبب افزايش راديکالهاي آزاد در شرايط کشت آزمايشگاهي ميشودLuvoni et al., 1996) ). توليد راديکالهاي آزاد اکسيژن از دلايل مهم پايين بودن درصد توليد جنين در شرايط آزمايشگاهي بيان شده است و تصور ميشود که راديکالهاي آزاد اکسيزن در توقف تقسيم ميوزي اووسيت (Nakamura et al., 2002) توقف جنيني و مرگ سلولي دخالت داشته باشند (Hashimoto et al., et al., 2000).
اثرات تخريبي راديکالهاي آزاد توسط سيستم آنتياکسيدان درون سلولي کنترل و يا مهار ميگردد و در بدن دو نوع آنتياکسيدان وجود دارد: آنتياکسيدان هاي آنزيمي که به عنوان آنتياکسيدان هاي طبيعي بوده و قادرند ROS را خنثي کرده و ساختار سلولي را از صدمه ناشي از آن محافظت کنند و شامل سوپراکسيد ديسموتاز، کاتالاز و گلوتاتيون پراکسيداز مي باشند و آنتياکسيدان هاي غير آنزيمي که در واقع آنتياکسيدانهاي سنتتيک يا مکملهاي غذايي هستند و شامل ويتامين C ويتامين A، سلنيوم، روي، گلوتاتيون، تائورين و هايپوتائورين، کاروتن و بتاکاروتن است (Cassanoa et al.,1999). ولي با اين وجود به نظر ميرسد که در شرايط آزمايشگاهي جنينهاي پستانداران، ميزان توليد اين راديکالهاي آزاد بيش از ظرفيت آنتياکسيداني جنينها ميباشد (2001 (Guerin et al.,. از سوي ديگر به نظر ميرسد توان دفاع آنتياکسيداني جنينهاي آزمايشگاهي در مراحل مختلف تکوين تا مرحله بلاستوسيست متفاوت باشد. گروهي از محققين معتقدند که ظرفيت اصلي آنتياکسيداني جنين در مراحل اوليه تقسيمات زيگوت وابسته به ذخيره mRNA مادري به ارث رسيده درون اووسيت ميباشد و تدريجا در مرحله فعاليت ژنوم جنيني است که ژنوم جنين قادر به فعاليت متقابل در مقابل اکسيدانهاي توليد شده درون سلول يا اکسيدانهاي محيط کشت ميباشد. لذا به نظر ميرسد که نياز خاص جنين به آنتياکسيدان هاي خارجي در مقاطع قبل و بعد از فعاليت ژنوم جنيني متفاوت است (Bedaiwy et al., 2004). مايعات فوليکولي و اويداکتي غني از پاک کنندههاي مشتقات اکسيژني ميباشند که اووسيت ها و جنين ها را از آسيب هاي اکسيداتيو محافظت مي نمايد (Gardiner & Reed, 1995). زماني که اووسيت ها وجنين ها در شرايط آزمايشگاهي کشت مي شوند فاقداين سيستم هاي دفاعي طبيعي خواهند بود ((Hossein et al., 2007. نصر اصفهاني و همکاران نشان دادند که افزايش ROS مطابق با ايست تکوين جنين هاي موش دو سلولي در آزمايشگاه مي باشد (Nasr-Esfahani and Johnson., 1991). افزايش ميزان راديکال هاي آزاداکسيژن بر روي غشاء سلول، DNA و ميتوکندري ها موثر است و به نظر ميرسد اين تاثير به عنوان واسطهاي باشد تا آبشار آپوپتوزي را از تنظيم خارج کند (Chaudiere & Ferrarilliou.,1999).انواع راديکالهاي آزاد اکسيژن شامل آنيون سوپراکسيد (O2)، راديکال هيدروکسيل (OH) و مشتقات غير راديکالي از اکسيژن مانند پراکسيد هيدروژن(H2O2) بوده که به شدت ناپايدارند و به طور سريع و غيراختصاصي با مولکولهاي زيستي واکنش نشان داده و منجر به ايجاد و توسعه انواع آسيبهاي سلولي از جمله پراکسيداسيون غشاء پلاسمايي، اکسيداسيون اسيدهاي آمينه و نوکلئيک، آپوپتوزيس و نکروز ميشوند که خود در نهايت منجر به کاهش قابليت زنده ماندن و تکوين جنينهاي آزمايشگاهي ميشود (Chaudiere & Ferrarilliou., 1999). ROS از جمله O2 مي تواند انتشار يابد و از غشاي سلولي عبور نمايد و انواع زيادي از مولکولهاي سلول ها از جمله ليپيدها، پروتئينها و اسيدهاي نوکلئيک را تغيير دهد. اثرات آن متعدد بوده و شامل آسيب هاي ميتوکندريايي، بلاک سلولي جنين، نقصان ATPو آپوپتوزيس ( مرگ برنامه ريزي شده) ميشود ((Guerin et al., 2001. ROS سبب ايجاد پراکسيداسيون ليپيدها در ارتباط با اثرات مرتبط روي تقسيم سلولي، انتقال متابوليتها و اختلال عملکرد ميتوکندريايي ميگردد. بلاک دوسلولي در جنين موش همراه با افزايش پراکسيداسيون ليپيدها مشاهده ميگردد (et al.,1990 Nasr-Esfahani). راديکالهاي آزاد اکسيژن سبب ايجاد شکستگي هاي رشته DNA ميشود (Munne & Estop.,1991).
آسيبهاي DNA هستهاي در توقف رشد جنين در In Vitro دخالت دارند(2001 (Guerin et al.,. استرس اکسيداتيو سبب آسيب ميتوکندريايي ميشود (Richter et al., 1985). DNA ميتوکندريايي ((mDNA بطور ويژهاي مستعد موتاسيون ميباشد زيرا فاقد هيستون است که بطور معمول سبب جلوگيري از اثرات ROS ميشود. در طي استرس اکسيداتيو موتاسيون mtDNA چهار برابر بيشتر از موتاسيون DNA هستهاي است. mtDNA آنزيم هاي لازم براي OXPHOS را کد ميکند (Taanman ,1999). نقص mtDNA جنيني ممکن است سبب اختلال متابوليکي و در نتيجه آن مختل کردن رشد جنين شود. توقف رشد جنين در InVitro مشاهده ميشود که در ارتباط با اختلال ميتوکندريايي است. نتيجه اين تغييرات متعدد بوده و شامل تاخير در رشد و يا توقف جنين، اختلالات متابوليکي و همچنين آپوپتوز است(.(Guerin et al., 2001 انباشتگي راديکالهاي سوپراکسايد و کاهش ميزان SOD در مرگ سلولي آپوپتيک دخالت دارند. درحالي که آنتياکسيدان هايي نظير SOD مي توانند آپوپتوز را مهار کنند. HO2O2 واسطهاي براي آپوپتوز در بلاستوسيستها است (Pierce et al., 1991). ظهور فراگمانتهاي سيتوپلاسمي در جنين به نظر ميرسدکه با آپوپتوز ارتباط دارد (Yang and Rajamahendran, 1999). همچنين يک ارتباط مستقيم بين افزايش غلظت H2O2 و آپوپتوز در جنينهاي فراگمانته شده انسان مشاهده شد (Yang et al., 1988). فراگمانتاسيون در جنين انسان و موش اندکي قبل از زمان بلاک In Vitro اتفاق ميافتد. اين قبيل فراگمانتاسيونها ممکن است مکانيسمي در ارتباط با تنظيم نسبت هستهاي سيتوپلاسمي در بلاستومرها باشد و يا يک مکانيسم محافظتي برعليه آسيبهاي ايجاد شده توسط استرس اکسيداتيو باشد (Guerin et al., 2001. گزارش شده است که ROS مي تواند سبب ايجاد اختلال در عملکرد ميتوکندريها، آسيبهاي DNA، RNA و پروتئينها گردد که از آميزش اسپرم – اووسيت در جريان لقاح جلوگيري ميکند(Aitken et al., 1993). نتايج ما در زمينه تأثير سيکلوسپورين بر باروري نشان داد که سيکلوسپورين با تأثير گذاشتن بر روي اسپرم باعث کاهش در تعداد اووسيتهاي لقاح يافته ، تعداد جنينهاي 2 سلولي، و بلاستوسيستهاي ايجاد شده و در نهايت کاهش باروري ميشود، در حالي که عصاره زالزالک و عصاره هسته انگور باعث بهبود شرايط شده، طوري که در گروههايي که علاوه بر سيکلوسپورين، عصاره هسته انگور را دريافت کردند، تا حد زيادي در تعداد اووسيتهاي لقاح يافته و جنين هاي 2 سلولي بهبود حاصل شد به طوري که اختلاف معنيداري بين اين دو گروه و گروه کنترل نميباشد. تعداد اووسيتهاي لقاح يافته در گروهي که علاوه بر سيکلوسپورين، عصاره زالزالک را دريافت کرد نسبت به گروهي که عصاره هسته انگور را دريافت کردند بهبودي کمتري ايجاد شد ، طوري که بين تعداد اووسيتهاي لقاح يافته گروه عصاره هسته انگور و کنترل اختلاف معنيداري وجود دارد. اما تعداد جنين 2سلولي در گروههايي که علاوه بر دارو عصاره زالزالک و عصاره هسته انگور را دريافت کردند بهبود کامل حاصل شد.
نتايج حاصل از تحقيق حاضر حاكي از تغييرات غيرطبيعي و تخريبي ساختار بافتي بيضه به صورت بينظمي در اپيتليوم مني ساز، كاهش شديد در تعداد و اندازه سلولهاي دودمان اسپرماتوزوئيد و بافت بينابيني شامل اسپرماتوگوني ،اسپرماتوسيت اوليه، سرتولي، ليديگ و نيز تغييرات پاتولوژيك در بافت هم بند بينابيني حيوانات گروه تحت درمان با سيکلوسپورين آ بود . اين تغييرات با گزارشات محققين ديگر كه نشان دادند داروي سيكلوسپورين Aبر روي ساختار و عمل كرد اندامهاي توليد مثلي موشهاي صحرايي نر اثرات تخريبي و تاخيري شديدي دارد، كاملاً مطابقت دارد (Sirinivas et al., 1988 Masuda et al., 2003;).
جالب اين كه درگروههايي که همزمان با سيکلوسپورينآ عصاره هسته انگور و عصاره زالزالک را دريافت کرده بودند نه تنها كاهشي در تعداد سلولهاي اسپرماتوژنيك مشاهده نشد بلكه نسبت به گروه CsAحتي افزايش معنيداري به خصوص در تعداد اسپرمها و اسپرماتوسيتهاي اوليه مشاهده گرديد. Iwasaki در سال 1995 با درمان موشهاي صحرايي نر توسط دوزهاي مختلف CsAنشان داد كه تعداد و حركت اسپرم و درصد لولههاي منيساز حاوي اسپرم در مدت 2 الي6 هفته پس از مصرف داروي فوق كاهش معنيداري پيد ا ميكنند كه اين تغييرات وابسته به دوز هستند (et al.,1995 Iwasaki).
Sirinivas در 1998 گزارش كرد كه در موشهاي صحرايي تحت درمان با سيكلوسپورين)دوز 20 ميلي گرم بر كيلوگرم وزن بدن (تعداد اسپرمها، جمعيت سلولهاي هاپلوئيد مجاري منيساز كاهش معنيداري پيدا ميكنند(Sirinivas et al., 1988). Masuda در 2003 نشان داد كه CsAباعث كاهش تعداد اسپرماتوزوآ، بدشكليهاي اسپرماتيدها، افزايش اجسام باقيمانده، تغييرات دژنراتيو شديد در مجاري منيساز و افزايش اسپرماتيدهاي گرد دژنره شده و اسپرمهاي غيرطبيعي در مدت دو هفته پس از مصرف مي گردد( Masuda et al., 2003) اين گزارشات و نتايج حاصل از مطالعات مشابه دانشمندان ديگر، يافتههاي تحقيق حاضر را تاييد ميكنند.
در مطالعه حاضر مصرف CsA باعث كاهش معنيدار قطر مجاري منيساز و ضخامت اپيتليوم زاياي آنها گرديد .هم چنين تغييرات تخريبي، نكروز، ادماي بافت بينابيني، ريزش سلولهاي زايند

دسته بندی : No category

دیدگاهتان را بنویسید